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viernes, 1 de marzo de 2013

PRINCIPALES PARASITOS DE LOS REPTILES - DIAGNÓSTICO

5.- DIAGNOSTICO:

- ECTOPARÁSITOS: Los parásitos externos, como garrapatas y ácaros generalmente pueden ser descubiertos a simple vista. 

Las garrapatas recién alimentadas se encuentran resaltadas y gruesas por debajo o alrededor de las escamas. De cualquier manera, formas no maduras de garrapatas pueden ocultarse debajo de las escamas y así evitar ser detectadas. Cuando se vaya a examinar a un reptil, hay que poner especial atención a los planos o ligeramente levantados objetos circulares que resalten por debajo de una escama.

Los ácaros de los reptiles suelen ser pequeños, pero pueden ser observados mientras se mueven sobre el huésped. Cuando surja alguna duda, se puede colocar el reptil sobre una pieza blanca de papel y se le puede frotar contra ella, con lo cual aquellos ácaros que caigan se deberán mover sobre el papel. 

La aparición de manchas blancas o de grueso polvo blanco sobre una serpiente o un lagarto es un factor que indica la presencia de ácaros. Las manchas blancas en realidad son las heces de los ácaros. Aplicar papel de baño mojado sobre las áreas donde se encuentran presentes las heces, levantará algo de ácaros y confirmarán su existencia en el animal. Se deberán de examinar también los contenedores de agua para localizar ácaros ahogados, ya que los reptiles infestados con ácaros, regularmente pasan una enorme cantidad de su tiempo en el agua, para tratar de liberarse de dichos parásitos. Las serpientes con profundos agujeros o canales en los labios, como las boas arcoíris, seguramente sumergirán sus cabezas en el agua para intentar eliminar a los ácaros ocultos en dichas grietas naturales. Parches de piel seca o material costroso alrededor del ojo o los bordes de un ojo en putrefacción deberían de alertar a buscar algún tipo de ácaro. 

La presencia de larvas de mosca y sanguijuelas parasitando algún reptil puede observarse a simple vista. Las primeras suelen estar depositadas en heridas o en la zona de la cloaca, alimentándose de los tejidos del animal. Las segundas las encontraremos en la boca o enganchadas en la piel del reptil.

- ENDOPARÁSITOS: Dependiendo del tipo de parásito que debamos localizar tendremos que realizar un tipo de examen u otro, examen coprológico, análisis de sangre o de orina serán necesarios en algunos casos. 

Cuando sea posible, se deberán de obtener muestras fecales directamente del animal en cuestión. Si no se pueden obtener heces frescas de esta manera, se deberá entonces de hacer un mayor esfuerzo para obtener muestras lo más frescas posibles. 

Una vez que se haya obtenido una buena muestra fecal, ésta deberá de ser examinada mediente extensión de heces, flotación y sedimentación. En ESTE post podéis ver en que consiste cada una.

Flotación:

disolucion-sobresaturada Material-disolucion Borde-convexo-disolucion Cubre-tarro Preparacion-montada
De izquierda a derecha: Disolución sobresaturada (1), Material utilizado (2), Tarro con el agua formando el convexo en el borde (3), Cubre tapando el tarro (4) y  Preparación montada en el portaobjetos (5). En lugar del tubo de ensayo podéis usar lo que os venga bien, tarros de vacunas o de otras cosas, tubos...
Entre las fotos 4 y 5 hay unos 15 minutos de espera.

Por estos métodos podremos localizar la presencia de: amebas, ciliados y flagelados, coccidios, nematodos, cestodos, trematodos y pentastómidos. En algunos casos como el de Cryptosporidium tendremos que hacer tinciones especiales como son la tinción de Heine, Stamp o Ziehl-Neelsen para poder visualizarlos al microscopio. En ESTE POST podéis saber un poco más acerca de las tinciones.

Amblyomma-americanum-maleAmblyomma-americanum-femaleAmblyomma-americanum-female 
Tinción de Heine con un líquido fijador, por lo que la preparación es permanente pero tiene un aspecto similar a la normal. Se trata de una cryptosporidiosis ovina. De izquierda a derecha: Imagen de la preparación (1), Imagen con el objetivo de 4X (2) e Imagen con el objetivo de 10X (3). Los círculos amarillos marcan unos puntos blancos, esos puntos son los Cryptosporidium. El círculo verde marca el mismo en ambas fotos.


En el caso de algunos trematodos tendremos que realizar análisis de orina para localizar el parásito.

También tendremos que realizar otra técnica diferente para la búsqueda de algunos protozoos como son los productores de haemogregarinosis o piroplasmosis, al ser parásitos intraeritrocitarios necesitaremos de extensiones de sangre para su localización.

TINCIONES BÁSICAS PARA USAR EL MICROSCOPIO

En principio para exámenes coprológicos que es lo que supongo que vais a hacer principalmente lo básico es esto:

1.- EXTENSIÓN DE HECES FRESCAS: En el portaobjetos se pone una gota de suero fisiológico templado y un poco de heces (lo más frescas posibles y del centro de la caca mejor), se remueve bien y cuando sea homogéneo se pone un cubre encima. Con esta técnica se ven bastante bien protozoos móviles y algunas otras cosillas. En algunos casos (como Giardia por ejemplo conviene echar una gotita de lugol para facilitar la visualización). Si no encontramos nada aquí no podemos descartar nada, que es una técnica muy básica.

2.- FLOTACIÓN: Una técnica muy facilita y que podemos hacer en casa. Sobresaturamos una disolución de agua y sal (calentando el agua para disolver la sal) y la filtramos para eliminar los solutos sobrantes. Echamos parte de esta solución en un tubo de ensayo normal y corriente y mezclamos una cantidad de heces que veamos bien de forma que queden bien disueltas. Añadimos disolución hasta que llegue al borde y se forme un menisco convexo en la boca del tubo. Ponemos un cubre y a esperar 15 minutillos. Huevos, larvas y quistes subirán en la mayoría de los casos y se pegaran al cubre. Luego lo ponemos en un porta y al microscopio. Podremos ver la mayoría de huevos de nematodos, ooquistes de coccidios (lo que podríamos definir como sus "huevos" aunque no lo sean) y algunos huevos de cestodos.

3.- SEDIMENTACIÓN: Para complementar a la técnica anterior está esta, aunque es un poco más lenta, pesada y complicada. Los que no flotan se hunden, así que usamos esta vez agua, en la que disolvemos una cantidad de heces de forma que quede bien disuelta. Filtramos la disolución con una doble gasa y dejamos caer el líquido a una copa de 500cm3 (o lo que tengáis). Se rellena con más agua hasta cerca del borde y se deja reposar unos 40 minutos. Se quita el sobrenadante hasta la marca de 100cm3 y volvemos a rellenar (repetimos 3 o 4 veces hasta que el sobrenadante sea transparente y haya sedimentado todo al fondo). Eliminamos el sobrenadante y con una pipeta Pasteur cogemos unas gotas del sedimento (creo que eran al menos 9) y las miramos en el micro en un porta con su cubre. Si los restos vegetales y eso os molestan mucho en la visualización podéis añadir al principio del proceso (una vez filtrado con la gasa) 2-3 gotas de azul de metileno o verde malaquita, que tiñe las fibras vegetales pero no los elementos de diseminación parasitarios.

4.- TINCIONES: Tinciones hay muchas, pero básicamente con estas valdrá:

a) Tinción GRAM: Con esta tinción vamos a poder ver todos los microorganismos que no sean ácido-alcohol resistentes, es decir, una gran cantidad de bacterias y hongos. Es un método que consiste en colorear y desteñir la muestra de forma que estos microorganismos queden coloreados en azul o en rojo (dependiendo de si son GRAM+ o GRAM-). La técnica es la siguiente: Primero se hace una extensión fina de heces (o la muestra que sea) en un portaobjetos. Se fija con un mechero (pasando el porta por encima varias veces para "desecarla"). Necesitamos 4 colorantes/decolorantes: Azul violeta (violeta de cristal...), Lugol, Alcohol y Fucsina. Primero echamos el Azul violeta sobre el porta cubriendo toda la extensión, dejamos actuar durante 1 minutos, enjuagamos con agua y escurrimos un poco (sin miedo lo del agua y el escurrido que si está fijado no se va a ir). Seguidamente 1 minuto con lugol, enjuagar y escurrir. 30 segundos con alcohol, enjuagar y escurrir. Y 30 segundos con Fucsina, enjuagar, escurrir y secar. Le ponemos una gotita de aceite de inmersión y al microscopio con el objetivo de inmersión (100X).

b) Tinción por el método de Heine: Gracias a esta podremos ver los "temidos" Cryptosporidium. Ponemos una pequeña muestra de heces sobre un porta, extendemos y fijamos. Se tiñe con fucsina fenicada durante unos 30 segundos, se elimina el colorante sobrante y se deja secar. Con objetivo de 40-100X miramos al microscopio. Quedará toda coloreado en rojo salvo los cryptos , donde veremos un círculo blanco. Mucho OJO con este método, que si por ejemplo queda una burbuja de aire presentará la misma apariencia! Mirad tamaños, altura a la que queda (si es más arriba o abajo que la tinción), etc.

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Tinción de Heine con un líquido fijador, por lo que la preparación es permanente pero tiene un aspecto similar a la normal. Se trata de una cryptosporidiosis ovina. De izquierda a derecha: Imagen de la preparación (1), Imagen con el objetivo de 4X (2) e Imagen con el objetivo de 10X (3). Los círculos amarillos marcan unos puntos blancos, esos puntos son los Cryptosporidium. El círculo verde marca el mismo en ambas fotos.

c) Otras tinciones: como la de Ziehl Neelsen o Kinyoun. Son más liosas y no creo que os sean muy útiles, pero si queréis que os diga algo de ellas aquí me tenéis XD

Todo esto lo he puesto porque supongo que será para investigar/trastear/aprender, pero recordad que si tenéis un animal enfermo el que sabe de esto es el veterinario, y que no veamos una cosa no quiere decir que no esté ahí.

¡Un saludo!